生物医学光学在netnotes中检测哪个数据库
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在先前光学显微镜发展的过程中，最大的瓶颈就是衍射极限。自从1873年Ernst Abbe第一次发现光学成像具有衍射*现象以来，物理学界就公认，显微镜的分辨率具有极限，且该极限与光源的波长有关。这是显微镜发展受到的第一个瓶颈。之后，在波粒二象性的启发之下，人们想到加速后电子的德布罗意波波长要远远小于可见光波长，理论上透射电镜的分辨率可以达到0.1纳米。然而由于电子束的穿透性不强，所以需要将观测样品制成极薄的薄片；再加上电子束会对样品本身造成一定破坏，甚至需要冷冻样品来减少样品的形变，所以无法观测正常的活体组织。
Abbe分辨率极限为λ/2NA，普通的光学显微镜分辨率极限一般在200nm左右。
而近年来光学显微技术在衍射极限方面主要有三个方向，分别为STED，SIM以及PALM/STORM。
1994年，Stefan Hell在Optics Letters上面发表了关于STED的理论文章。STED全名为Stimulated Emission Depletion，即受激发射损耗显微镜。其基本原理为，使用一种合适的激发光，仅激发一个点的荧光集团使其发光，然后再用环装光源抑制该点周围的荧光强度，这样只有该点发光且被观察到。STED将普通光学显微镜的分辨率提升了约10倍左右。
左图为共焦显微镜拍摄的一个神经元，右图则为STED方式对同一个神经元进行成像的结果[1]。
SIM全称为Structured Illumination Microscopy，是美国科学家Mats Gustafsson于2000年发明的。其基本原理为，由于两个高空间频率的图案重叠可以形成低频率莫尔条纹，通过分析低频的莫尔条纹特征来处理高频信息。但是相比于STED，结构照明原理仅将分辨率提高了1倍。
图中为果蝇卵母细胞内的肌动蛋白3D SIM成像[2]。
2005年Eric Betzig和Harald Hess研制出了光敏定位显微镜（PALM，Photoactivated Localization Microscopy），能将荧光显微镜的分辨率提升至纳米等级。
图为PALM在哺乳动物细胞内拍摄到的黏附复合物[3]。
而STED、PALM以及STORM都是基于荧光成像技术而来的。那为什么荧光成像能够突破衍射极限呢？这是因为当显微镜需要分辨两个或者更多个点光源时，很难突破光学分辨率的极限来进行定位。但是当视野中仅存在单个荧光分子的时候，可以通过算法的拟合来使位置判断的精度高于光学分辨率极限，从而达到纳米级别。Thompson等通过结合理论推导与计算机模拟，得到了单分子在二维定位精度上的近似公式。
其中s为点扩散函数的标准方差，a为CCD像素的大小，N为收集到的光子数，b为背景噪声[4]。
而STORM成像技术的思路，就是以下三点：
1. 随机激发荧光（荧光分子间不重叠）；
2. 对单个荧光分子进行定位；
3. 对荧光分子失活处理并重复上述步骤。
美国华裔科学家庄晓薇所带领的实验组发现，对于Cy3-Cy5交联分子对进行激光照射时，可以控制化学荧光分子Cy5在荧光激发态与非荧光态之间切换。在红光照射下，Cy5在发出荧光后就转变为暗态；然后在接受低强度的绿色光源的激发下，Cy5会迅速转变为荧光态（Cy3-Cy5交联分子的重激发速率是单独Cy5的10^8倍）。在整个Cy3-Cy5荧光交联分子被彻底漂白失活之前，可以完成数百次上述的明暗态转换。基本示意图如下[5]。在此感谢 @SHJT的提醒，之前是我记错了。
下图为实验的基本步骤。A图是一个细胞的整体，红框部分为后续观察的视野。由于Cy5-Cy3荧光交联分子的激发所需时间与Cy3和Cy5之间的距离相关，所以每次使用固定时长的激光进行激发，仅有随机的少数荧光分子受激发光。因此避免了荧光分子之间光区重叠的问题。然后利用先前提到的荧光定位方法，就能够准确得到视野中出现的荧光分子的精确位置。之后改变激光照射时间，来进一步获取更多的荧光分子位置信息。通过多次重复试验，即可获得高分辨率的荧光分子分布图像。即利用时间代价来换取空间精度。
在STORM法成像的过程中，荧光标记位点的准确测量是最为关键的一环。对于位置的精确测量主要受一个开关循环中，激发态下荧光分子发出的光子数量所影响。光子越少，其亮斑中心的统计误差就会越大。而不同的荧光开关分子在发射光子数量上差别较大。例如Cy5和Alexa 7可以检测到近6000个光子，而部分荧光分子仅能检测到几百个光子。
STORM法成像的另外一个关键点在于，每次激发要求仅激发少数荧光分子，才能保证每个点光源产生的亮斑在视野中不发生重叠，继而才能够对点光源进行精确定位。
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在先前光学显微镜发展的过程中，最大的瓶颈就是衍射极限。自从1873年Ernst Abbe第一次发现光学成像具有衍射*现象以来，物理学界就公认，显微镜的分辨率具有极限，且该极限与光源的波长有关。这是显微镜发展受到的第一个瓶颈。之后，在波粒二象性的启发之下，人们想到加速后电子的德布罗意波波长要远远小于可见光波长，理论上透射电镜的分辨率可以达到0.1纳米。然而由于电子束的穿透性不强，所以需要将观测样品制成极薄的薄片；再加上电子束会对样品本身造成一定破坏，甚至需要冷冻样品来减少样品的形变，所以无法观测正常的活体组织。
Abbe分辨率极限为λ/2NA，普通的光学显微镜分辨率极限一般在200nm左右。
而近年来光学显微技术在衍射极限方面主要有三个方向，分别为STED，SIM以及PALM/STORM。
1994年，Stefan Hell在Optics Letters上面发表了关于STED的理论文章。STED全名为Stimulated Emission Depletion，即受激发射损耗显微镜。其基本原理为，使用一种合适的激发光，仅激发一个点的荧光集团使其发光，然后再用环装光源抑制该点周围的荧光强度，这样只有该点发光且被观察到。STED将普通光学显微镜的分辨率提升了约10倍左右。
左图为共焦显微镜拍摄的一个神经元，右图则为STED方式对同一个神经元进行成像的结果[1]。
SIM全称为Structured Illumination Microscopy，是美国科学家Mats Gustafsson于2000年发明的。其基本原理为，由于两个高空间频率的图案重叠可以形成低频率莫尔条纹，通过分析低频的莫尔条纹特征来处理高频信息。但是相比于STED，结构照明原理仅将分辨率提高了1倍。
图中为果蝇卵母细胞内的肌动蛋白3D SIM成像[2]。
2005年Eric Betzig和Harald Hess研制出了光敏定位显微镜（PALM，Photoactivated Localization Microscopy），能将荧光显微镜的分辨率提升至纳米等级。
图为PALM在哺乳动物细胞内拍摄到的黏附复合物[3]。
而STED、PALM以及STORM都是基于荧光成像技术而来的。那为什么荧光成像能够突破衍射极限呢？这是因为当显微镜需要分辨两个或者更多个点光源时，很难突破光学分辨率的极限来进行定位。但是当视野中仅存在单个荧光分子的时候，可以通过算法的拟合来使位置判断的精度高于光学分辨率极限，从而达到纳米级别。Thompson等通过结合理论推导与计算机模拟，得到了单分子在二维定位精度上的近似公式。
其中s为点扩散函数的标准方差，a为CCD像素的大小，N为收集到的光子数，b为背景噪声[4]。
而STORM成像技术的思路，就是以下三点：
1. 随机激发荧光（荧光分子间不重叠）；
2. 对单个荧光分子进行定位；
3. 对荧光分子失活处理并重复上述步骤。
美国华裔科学家庄晓薇所带领的实验组发现，对于Cy3-Cy5交联分子对进行激光照射时，可以控制化学荧光分子Cy5在荧光激发态与非荧光态之间切换。在红光照射下，Cy5在发出荧光后就转变为暗态；然后在接受低强度的绿色光源的激发下，Cy5会迅速转变为荧光态（Cy3-Cy5交联分子的重激发速率是单独Cy5的10^8倍）。在整个Cy3-Cy5荧光交联分子被彻底漂白失活之前，可以完成数百次上述的明暗态转换。基本示意图如下[5]。在此感谢 @SHJT的提醒，之前是我记错了。
下图为实验的基本步骤。A图是一个细胞的整体，红框部分为后续观察的视野。由于Cy5-Cy3荧光交联分子的激发所需时间与Cy3和Cy5之间的距离相关，所以每次使用固定时长的激光进行激发，仅有随机的少数荧光分子受激发光。因此避免了荧光分子之间光区重叠的问题。然后利用先前提到的荧光定位方法，就能够准确得到视野中出现的荧光分子的精确位置。之后改变激光照射时间，来进一步获取更多的荧光分子位置信息。通过多次重复试验，即可获得高分辨率的荧光分子分布图像。即利用时间代价来换取空间精度。
在STORM法成像的过程中，荧光标记位点的准确测量是最为关键的一环。对于位置的精确测量主要受一个开关循环中，激发态下荧光分子发出的光子数量所影响。光子越少，其亮斑中心的统计误差就会越大。而不同的荧光开关分子在发射光子数量上差别较大。例如Cy5和Alexa 7可以检测到近6000个光子，而部分荧光分子仅能检测到几百个光子。
STORM法成像的另外一个关键点在于，每次激发要求仅激发少数荧光分子，才能保证每个点光源产生的亮斑在视野中不发生重叠，继而才能够对点光源进行精确定位。
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在先前光学显微镜发展的过程中，最大的瓶颈就是衍射极限。自从1873年Ernst Abbe第一次发现光学成像具有衍射*现象以来，物理学界就公认，显微镜的分辨率具有极限，且该极限与光源的波长有关。这是显微镜发展受到的第一个瓶颈。之后，在波粒二象性的启发之下，人们想到加速后电子的德布罗意波波长要远远小于可见光波长，理论上透射电镜的分辨率可以达到0.1纳米。然而由于电子束的穿透性不强，所以需要将观测样品制成极薄的薄片；再加上电子束会对样品本身造成一定破坏，甚至需要冷冻样品来减少样品的形变，所以无法观测正常的活体组织。
Abbe分辨率极限为λ/2NA，普通的光学显微镜分辨率极限一般在200nm左右。
而近年来光学显微技术在衍射极限方面主要有三个方向，分别为STED，SIM以及PALM/STORM。
1994年，Stefan Hell在Optics Letters上面发表了关于STED的理论文章。STED全名为Stimulated Emission Depletion，即受激发射损耗显微镜。其基本原理为，使用一种合适的激发光，仅激发一个点的荧光集团使其发光，然后再用环装光源抑制该点周围的荧光强度，这样只有该点发光且被观察到。STED将普通光学显微镜的分辨率提升了约10倍左右。
左图为共焦显微镜拍摄的一个神经元，右图则为STED方式对同一个神经元进行成像的结果[1]。
SIM全称为Structured Illumination Microscopy，是美国科学家Mats Gustafsson于2000年发明的。其基本原理为，由于两个高空间频率的图案重叠可以形成低频率莫尔条纹，通过分析低频的莫尔条纹特征来处理高频信息。但是相比于STED，结构照明原理仅将分辨率提高了1倍。
图中为果蝇卵母细胞内的肌动蛋白3D SIM成像[2]。
2005年Eric Betzig和Harald Hess研制出了光敏定位显微镜（PALM，Photoactivated Localization Microscopy），能将荧光显微镜的分辨率提升至纳米等级。
图为PALM在哺乳动物细胞内拍摄到的黏附复合物[3]。
而STED、PALM以及STORM都是基于荧光成像技术而来的。那为什么荧光成像能够突破衍射极限呢？这是因为当显微镜需要分辨两个或者更多个点光源时，很难突破光学分辨率的极限来进行定位。但是当视野中仅存在单个荧光分子的时候，可以通过算法的拟合来使位置判断的精度高于光学分辨率极限，从而达到纳米级别。Thompson等通过结合理论推导与计算机模拟，得到了单分子在二维定位精度上的近似公式。
其中s为点扩散函数的标准方差，a为CCD像素的大小，N为收集到的光子数，b为背景噪声[4]。
而STORM成像技术的思路，就是以下三点：
1. 随机激发荧光（荧光分子间不重叠）；
2. 对单个荧光分子进行定位；
3. 对荧光分子失活处理并重复上述步骤。
美国华裔科学家庄晓薇所带领的实验组发现，对于Cy3-Cy5交联分子对进行激光照射时，可以控制化学荧光分子Cy5在荧光激发态与非荧光态之间切换。在红光照射下，Cy5在发出荧光后就转变为暗态；然后在接受低强度的绿色光源的激发下，Cy5会迅速转变为荧光态（Cy3-Cy5交联分子的重激发速率是单独Cy5的10^8倍）。在整个Cy3-Cy5荧光交联分子被彻底漂白失活之前，可以完成数百次上述的明暗态转换。基本示意图如下[5]。在此感谢 @SHJT的提醒，之前是我记错了。
下图为实验的基本步骤。A图是一个细胞的整体，红框部分为后续观察的视野。由于Cy5-Cy3荧光交联分子的激发所需时间与Cy3和Cy5之间的距离相关，所以每次使用固定时长的激光进行激发，仅有随机的少数荧光分子受激发光。因此避免了荧光分子之间光区重叠的问题。然后利用先前提到的荧光定位方法，就能够准确得到视野中出现的荧光分子的精确位置。之后改变激光照射时间，来进一步获取更多的荧光分子位置信息。通过多次重复试验，即可获得高分辨率的荧光分子分布图像。即利用时间代价来换取空间精度。
在STORM法成像的过程中，荧光标记位点的准确测量是最为关键的一环。对于位置的精确测量主要受一个开关循环中，激发态下荧光分子发出的光子数量所影响。光子越少，其亮斑中心的统计误差就会越大。而不同的荧光开关分子在发射光子数量上差别较大。例如Cy5和Alexa 7可以检测到近6000个光子，而部分荧光分子仅能检测到几百个光子。
STORM法成像的另外一个关键点在于，每次激发要求仅激发少数荧光分子，才能保证每个点光源产生的亮斑在视野中不发生重叠，继而才能够对点光源进行精确定位。
